搜索

x

留言板

尊敬的读者、作者、审稿人, 关于本刊的投稿、审稿、编辑和出版的任何问题, 您可以本页添加留言。我们将尽快给您答复。谢谢您的支持!

姓名
邮箱
手机号码
标题
留言内容
验证码

基于单分子成像技术研究λ-DNA分子穿越微米通道端口的电动力学特性

王琼 王凯歌 孟康康 孙聃 韩仝雨 高爱华

引用本文:
Citation:

基于单分子成像技术研究λ-DNA分子穿越微米通道端口的电动力学特性

王琼, 王凯歌, 孟康康, 孙聃, 韩仝雨, 高爱华

Electrodynamic characteristics of λ-DNA molecule translocating through the microfluidic channel port studied with single molecular fluorescence imaging technology

Wang Qiong, Wang Kai-Ge, Meng Kang Kang, Sun Dan, Han Tong Yu, Gao Ai-Hua
PDF
HTML
导出引用
  • 操控单个DNA分子, 将其有效引入、导出微纳通道是实现DNA生物芯片功能的前提条件. 本文利用单分子荧光显微成像技术系统地实时观察分析λ-DNA单分子在电场力驱动下进入/穿出50 μm通道端口处的电动力学特性及规律. 研究发现: λ-DNA分子能够顺利进入trans端口并穿出cis端口, 外加电场强度存在最大(Emax)和最小(Emin)阈值, 只有场强E满足: EminEEmax时, λ-DNA分子才能进入trans端口并顺利穿出cis端口; 当电场强度小于最小阈值场强时, DNA分子不能进入trans端口; 当电场强度大于最大阈值场强时, λ-DNA分子虽可能从trans端口进入通道内部, 但不容易从cis端口穿出, 而是在迁移至通道内cis端口附近时, 运动方向反转、往复、甚至旋转等新现象, 并且易于粘附到管壁上; 随着场强增大, 反转位置距cis端口越大. 基于微流体电动力学理论, 对λ-DNA分子在微通道端口的不同运动状态的物理机制进行了初步分析. 本研究结果对研制基于微纳通道系统的基因芯片实验室及DNA分子传感器具有一定的实际指导意义.
    Manipulating a single DNA molecule and effectively introducing it into and exporting micro-nano-fluidic channels are prerequisites for the functional DNA biochips. And it is the key to the precise separation and screening of different DNA molecules by the micro-/nanochannel system that accurately understanding the movement characteristics and dynamic mechanism of DNA molecules moving near the channel port. In this paper, the electrodynamic characteristics of λ-DNA molecule entering into/leaving off a 50 μm channel port driven by the electric field force are systematically investigated and analyzed by the single molecule fluorescence microscopy. The experimental results indicated that there were the maximum (Emax) and minimum (Emin) thresholds of the applied electric field intensity, and only when the field intensity E meets EminEEmax, the single λ-DNA molecule could successfully enter into the trans port and exit out of the cis port; when the electric field intensity was less than the minimum threshold, EEmin, λ-DNA molecules could not enter the trans port; when the electric field intensity was greater than the maximum threshold, EmaxE, λ-DNA molecules could move into the microchannel through the trans port, but not exit out of the cis port. When λ-DNA molecule migrated toward the cis port along the channel, the movement state was changed, some new phenomena were observed, e.g. the translocation direction was reversed, reciprocated, or even rotated; moreover, the DNA molecules were easy to adhere to the channel wall. In addition, when the electric field intensity enhanced, the distance between the position where DNA molecular direction reversing and the cis port was increased. Based on the microfluidic electrodynamics, the physical mechanism of the velocities and translocation states of single λ-DNA molecule passing microchannel port was preliminarily analyzed. The results of this study have certain practical guiding significance for the development of gene chip laboratory and DNA molecular sensors based on the micro/nanochannel fluidic system.
      通信作者: 王凯歌, wangkg@nwu.edu.cn ; 高爱华, gaoaihua@nwu.edu.cn
    • 基金项目: 国家自然科学基金(批准号: 61378083, 61405159)、国家科学技术部中美合作基金项目(批准号: 2011DFA12220)、国家自然科学基金重大基础研究计划培育项目(批准号: 91123030)和陕西省自然科学研究基础研究计划-重大基础研究项目(批准号: 2016ZDJC-15, S2018-ZC-TD-0061)资助的课题
      Corresponding author: Wang Kai-Ge, wangkg@nwu.edu.cn ; Gao Ai-Hua, gaoaihua@nwu.edu.cn
    • Funds: National Natural Science Foundation of China (Grant Nos. 61378083, 61405159), the International Cooperation Foundation of the National Science and Technology Ministry of of China (Grant No. 2011DFA12220), the Major Research Plan of the National Natural Science Foundation of China (Grant No. 91123030), and the Natural Science Basic Research Program of Shaanxi Province-Major Basic Research Project, China (Grant Nos. 2016ZDJC-15, S2018-ZC-TD-0061)
    [1]

    Streets A M, Huang Y 2014 Curr. Opin. Biotechnol. 25 69Google Scholar

    [2]

    Atalay Y T, Vermeir S, Witters D, Vergauwe N, Verbruggen B, Verboner P, Nicolai B M, Lammertyn J 2011 Trends Food Sci. Technol. 22 386Google Scholar

    [3]

    Rivet C, Lee H, Hirsch A, Hamilton S, Lu H 2011 Chem. Eng. Sci. 66 1490Google Scholar

    [4]

    David E, Mandal S, Yang A H J, Bernardoc C 2008 Microfluid. Nanofluid. 4 33Google Scholar

    [5]

    Branton D, Deamer D W, Marziali A, Bayley H 2008 Nat. Biotechnol. 26 1146Google Scholar

    [6]

    Wang K G, Yue S L, Wang L, Jin A, Chang Z G, Wang P Y, Feng Y C, Wang Y C, Niu H B 2006 Microfluid. Nanofluid. 2 85Google Scholar

    [7]

    Rief M, Clausen-Schaumann H, Gaub H E 1999 Nat. Struct. Biol. 6 346Google Scholar

    [8]

    Aksimentiev A, Schulten K 2005 Biophys. J. 88 3745Google Scholar

    [9]

    Wells D B, Abramkina V, Aksimentiev A 2007 J. Chem. Phys. 127 5101

    [10]

    Rose D J, Jorgenson J R, Jorgenson J W 1988 J. Anal. Chem. 60 642Google Scholar

    [11]

    陈义, 竺安 1991 色谱 6 353

    Chen Y, Zhu A 1991 Chin. J. Chrom. 6 353

    [12]

    Linhares M C, Kissinger P T 1991 J. Anal. Chem. 63 2076Google Scholar

    [13]

    Lee C H, Hesish C C 2013 Biomicrofluidics 7 044106Google Scholar

    [14]

    Renner C B, Patrick S D 2015 Soft Matter 11 3105Google Scholar

    [15]

    Wang H Q, Wang K G, Ma H W 2016 J. Nanosci. Nanotechno. 16 6986Google Scholar

    [16]

    Yang F Y, Wang K G, Sun D, Zhao W, Wang H Q, He X, Wang G R, Bai J T 2016 Chin. Phys. B 25 529

    [17]

    Jones P V, Salmon G L, Ros A 2017 J. Anal. Chem. 89 1531Google Scholar

    [18]

    Marie R, Beech J P, Vörös J, Tegenfeldt J O 2006 Langmuir 22 10103Google Scholar

    [19]

    Mitchell M J, Qiao R, Aluru N R 2000 J. Microelectromech. Syst. 9 435Google Scholar

    [20]

    李战华 2012 微流控芯片中的流体流动 (北京: 科学出版社) 第191页

    Li Z H 2012 Fluid Flow in Microfluidic Chips (Beijing: Science Press) p191 (in Chinese)

    [21]

    Uehara S, Shintaku H, Kawano S 2011 J. Fluids Eng. 133 121203Google Scholar

    [22]

    Firnkes M, Pedone D, Knezevic J, Dolinger M 2010 Nano Lett. 10 2162Google Scholar

    [23]

    Schoch R B, Han J, Renaud P 2008 Rev. Mod. Phys. 80 839Google Scholar

    [24]

    Perkins T T, Smith D, Chu S 1994 Science 264 822Google Scholar

    [25]

    高峰, 石则满, 冯鑫 2017 传感器与微系统 11 53

    Gao F, Shi Z M, Feng X 2017 Tansducer. Microsystem. 11 53

    [26]

    陈凌珊, 周建华, 仕康 1993 工程热物理学报 3 336

    Chen L S, Zhou J H, Wang S K 1993 J. Eng. Therm. 3 336

    [27]

    朱红, 周亚 2010 自然科学学报 32 45

    Zhou H, Zhou Y T 2010 J. Nat. Sci. 32 45

    [28]

    Sparreboom W, Van Den Berg A, Eijkel J C T 2009 Nat. Nanotechnol. 4 713Google Scholar

    [29]

    Tang J, Du N, Doyle P S 2011 Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 108 16153Google Scholar

    [30]

    Saffman P G 1965 J. Fluid Mech. 22 385Google Scholar

    [31]

    Magnus G 1853 Ann. Phys. 164 1Google Scholar

  • 图 1  实验装置示意图

    Fig. 1.  Schematic diagram of experimental set-up.

    图 2  DNA分子从trans端口进入微米通道并在内部迁移(E = 3.75 × 103 V·m–1) (a) 不同时间下的CCD照片; (b) DNA分子位置随时间的变化曲线

    Fig. 2.  DNA molecules enter the microchannel from the trans port and migrate inside (E = 3.75 × 103 V·m–1): (a) CCD photographs; (b) DNA molecular position.

    图 3  DNA分子进出端口的速度随时间的变化(E = 3.75 × 104 V·m–1) (a) 进入trans端口; (b) 穿出cis端口; (c) 速度随外加电场强度的变化关系

    Fig. 3.  The velocity of DNA molecules entering and leaving the port (E = 3.75 × 103 V·m–1): (a) Entering the trans port; (b) leaving the cis port; and (c) velocity versus electric intensity.

    图 4  DNA分子在微通道内的反转运动 (a) E = 8.125 × 103 V·m–1; (b) E = 9.375 × 103 V·m–1; (c) 不同电场强度下, 在cis端口不同区域内的DNA分子反转数占总数的百分比

    Fig. 4.  Reversed motion of DNA molecules within micro channel under different electric intensity: (a) E = 8.125 × 103 V·m–1; (b) E = 9.375 × 103 V·m–1; (c) percentage of DNA molecules with reversal motion direction in different regions of the cis port under different electric intensity.

    图 5  DNA分子在trans端口附近沿轴向的运动 (a) 往复运动; (b) 旋转运动

    Fig. 5.  The motion of DNA molecules near the trans port: (a) Reciprocating along the axis; (b) rotating.

    图 6  DNA分子在trans端口附近的往复运动(E = 9.375 × 103 V·m–1)

    Fig. 6.  The track of DNA molecules reciprocating near the trans port (E = 9.375 × 103 V·m–1).

    图 7  不同电场强度下的trans端口附近通道内壁团聚有DNA分子 (a) E = 7.5 × 103 V·m–1; (b) E = 1 × 104 V·m–1

    Fig. 7.  Aggregates of DNA molecules on the wall of microchannel near the trans port; (a) E = 7.5 × 103 V·m–1; (b) E = 1 × 104 V·m–1.

    图 8  缓冲液在微米通道内的流速分布以及DNA受力和速度示意图 (a)受力; (b)速度

    Fig. 8.  Schematic diagram of buffer velocity distribution in microfluidic channel and the infromation of DNA: (a) Force; (b) velocity.

    图 9  DNA分子在端口同一截面不同位置的实测速度与理论速度

    Fig. 9.  Measured and theoretical velocities of DNA molecules at different positions on the same cross section of near the microchannel port.

    图 10  DNA分子在微米通道内端口附近处的反转运动示意图 (a) DNA分子在cis端口处反转, 反转后的DNA分子容易吸附在微米通道内管壁上, 7.5 × 103 V·m–1E ≤ 1 × 104 V·m–1; (b) DNA分子在trans端口附近的反转运动, E > 1 × 104 V·m–1

    Fig. 10.  Schematic diagram of DNA molecules moving near the port of microchannel: (a) reversing near the cis port, and the reversed DNA molecule is easy to be adsorbed onto the inner wall, 7.5 × 103 V·m–1E ≤ 1 × 104 V·m–1; (b) reversing near the trans port, E > 1 × 104 V·m–1.

  • [1]

    Streets A M, Huang Y 2014 Curr. Opin. Biotechnol. 25 69Google Scholar

    [2]

    Atalay Y T, Vermeir S, Witters D, Vergauwe N, Verbruggen B, Verboner P, Nicolai B M, Lammertyn J 2011 Trends Food Sci. Technol. 22 386Google Scholar

    [3]

    Rivet C, Lee H, Hirsch A, Hamilton S, Lu H 2011 Chem. Eng. Sci. 66 1490Google Scholar

    [4]

    David E, Mandal S, Yang A H J, Bernardoc C 2008 Microfluid. Nanofluid. 4 33Google Scholar

    [5]

    Branton D, Deamer D W, Marziali A, Bayley H 2008 Nat. Biotechnol. 26 1146Google Scholar

    [6]

    Wang K G, Yue S L, Wang L, Jin A, Chang Z G, Wang P Y, Feng Y C, Wang Y C, Niu H B 2006 Microfluid. Nanofluid. 2 85Google Scholar

    [7]

    Rief M, Clausen-Schaumann H, Gaub H E 1999 Nat. Struct. Biol. 6 346Google Scholar

    [8]

    Aksimentiev A, Schulten K 2005 Biophys. J. 88 3745Google Scholar

    [9]

    Wells D B, Abramkina V, Aksimentiev A 2007 J. Chem. Phys. 127 5101

    [10]

    Rose D J, Jorgenson J R, Jorgenson J W 1988 J. Anal. Chem. 60 642Google Scholar

    [11]

    陈义, 竺安 1991 色谱 6 353

    Chen Y, Zhu A 1991 Chin. J. Chrom. 6 353

    [12]

    Linhares M C, Kissinger P T 1991 J. Anal. Chem. 63 2076Google Scholar

    [13]

    Lee C H, Hesish C C 2013 Biomicrofluidics 7 044106Google Scholar

    [14]

    Renner C B, Patrick S D 2015 Soft Matter 11 3105Google Scholar

    [15]

    Wang H Q, Wang K G, Ma H W 2016 J. Nanosci. Nanotechno. 16 6986Google Scholar

    [16]

    Yang F Y, Wang K G, Sun D, Zhao W, Wang H Q, He X, Wang G R, Bai J T 2016 Chin. Phys. B 25 529

    [17]

    Jones P V, Salmon G L, Ros A 2017 J. Anal. Chem. 89 1531Google Scholar

    [18]

    Marie R, Beech J P, Vörös J, Tegenfeldt J O 2006 Langmuir 22 10103Google Scholar

    [19]

    Mitchell M J, Qiao R, Aluru N R 2000 J. Microelectromech. Syst. 9 435Google Scholar

    [20]

    李战华 2012 微流控芯片中的流体流动 (北京: 科学出版社) 第191页

    Li Z H 2012 Fluid Flow in Microfluidic Chips (Beijing: Science Press) p191 (in Chinese)

    [21]

    Uehara S, Shintaku H, Kawano S 2011 J. Fluids Eng. 133 121203Google Scholar

    [22]

    Firnkes M, Pedone D, Knezevic J, Dolinger M 2010 Nano Lett. 10 2162Google Scholar

    [23]

    Schoch R B, Han J, Renaud P 2008 Rev. Mod. Phys. 80 839Google Scholar

    [24]

    Perkins T T, Smith D, Chu S 1994 Science 264 822Google Scholar

    [25]

    高峰, 石则满, 冯鑫 2017 传感器与微系统 11 53

    Gao F, Shi Z M, Feng X 2017 Tansducer. Microsystem. 11 53

    [26]

    陈凌珊, 周建华, 仕康 1993 工程热物理学报 3 336

    Chen L S, Zhou J H, Wang S K 1993 J. Eng. Therm. 3 336

    [27]

    朱红, 周亚 2010 自然科学学报 32 45

    Zhou H, Zhou Y T 2010 J. Nat. Sci. 32 45

    [28]

    Sparreboom W, Van Den Berg A, Eijkel J C T 2009 Nat. Nanotechnol. 4 713Google Scholar

    [29]

    Tang J, Du N, Doyle P S 2011 Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 108 16153Google Scholar

    [30]

    Saffman P G 1965 J. Fluid Mech. 22 385Google Scholar

    [31]

    Magnus G 1853 Ann. Phys. 164 1Google Scholar

计量
  • 文章访问数:  1535
  • PDF下载量:  27
  • 被引次数: 0
出版历程
  • 收稿日期:  2020-01-12
  • 修回日期:  2020-05-16
  • 上网日期:  2020-05-25
  • 刊出日期:  2020-08-20

基于单分子成像技术研究λ-DNA分子穿越微米通道端口的电动力学特性

  • 1. 西北大学光子学与光子技术研究所, 国家级光电技术与纳米功能材料和应用国际研究中心, 省部共建国家光电技术与功能材料重点实验室培育基地, 陕西省光电子技术重点实验室, 西安 710069
  • 2. 西北大学物理学院, 西安 710069
  • 通信作者: 王凯歌, wangkg@nwu.edu.cn ; 高爱华, gaoaihua@nwu.edu.cn
    基金项目: 国家自然科学基金(批准号: 61378083, 61405159)、国家科学技术部中美合作基金项目(批准号: 2011DFA12220)、国家自然科学基金重大基础研究计划培育项目(批准号: 91123030)和陕西省自然科学研究基础研究计划-重大基础研究项目(批准号: 2016ZDJC-15, S2018-ZC-TD-0061)资助的课题

摘要: 操控单个DNA分子, 将其有效引入、导出微纳通道是实现DNA生物芯片功能的前提条件. 本文利用单分子荧光显微成像技术系统地实时观察分析λ-DNA单分子在电场力驱动下进入/穿出50 μm通道端口处的电动力学特性及规律. 研究发现: λ-DNA分子能够顺利进入trans端口并穿出cis端口, 外加电场强度存在最大(Emax)和最小(Emin)阈值, 只有场强E满足: EminEEmax时, λ-DNA分子才能进入trans端口并顺利穿出cis端口; 当电场强度小于最小阈值场强时, DNA分子不能进入trans端口; 当电场强度大于最大阈值场强时, λ-DNA分子虽可能从trans端口进入通道内部, 但不容易从cis端口穿出, 而是在迁移至通道内cis端口附近时, 运动方向反转、往复、甚至旋转等新现象, 并且易于粘附到管壁上; 随着场强增大, 反转位置距cis端口越大. 基于微流体电动力学理论, 对λ-DNA分子在微通道端口的不同运动状态的物理机制进行了初步分析. 本研究结果对研制基于微纳通道系统的基因芯片实验室及DNA分子传感器具有一定的实际指导意义.

English Abstract

    • 微/纳流控、微/纳液滴等技术集合了物理、化学、生物、计算机及纳米等前沿技术, 用于生化分析与检测[1-3]、医疗诊断[4,5]和食品安全[6]等重要领域, 能够对微量样品特性进行精准检测分析. 将微纳技术与可视化技术相结合, 在仿生环境中, 可对单个DNA分子灵活操控、实时观测研究其动力学特性, 不但有助于揭示生命现象的基本规律, 而且在分子相互作用、纳米孔基因测序、药物输运及靶向治疗等方面具有广泛的应用前景[7-9].

      操控单个DNA分子, 将其有效导入、引导其穿越微纳通道是实现DNA生物芯片众多功能的必备条件. 通常, 将DNA分子顺利导入微通道的方法有: 流体力学进样[10](虹吸进样法、微通道端加压法、微通道末端抽真空法)、扩散进样[11]、电动力进样以及电渗驱动的流体进样[12]等方法. 流体力学进样法对所用设备有严格要求、装置复杂、设备体积大、成本高, 同时不利于分析黏度较大的样品; 扩散进样法引导样品进入通道内是被动的、且难以控制; 而电动力进样法相对容易控制, 附加设备少、成本低, 在毛细管电泳分析中普遍采用.

      目前, 电动力进样法将DNA分子导入微纳通道仍存在尚未解决的关键问题. 例如, 随着外加电场强度的改变, DNA分子在管口附近的动力学特性、速度分布以及DNA本身的构象变化等不明确[13,14]; 而且, 电场力引导DNA分子进入微纳通道时, 不断有新现象、新问题被发现.

      Wang等[15]曾利用可视化技术研究DNA分子在微米通道内的电动力学特性, 发现DNA分子从trans端口进入内径为30 μm通道时, 存在阈值电场强度.Yang等[16]研究发现DNA分子在外电场力作用下穿越5和10 μm的通道时, 其运动方向会发生反转, 并且, 微米通道管径越小, DNA分子运动方向发生反转时的阈值电场强度越大. 最近, Jones等[17]发明了一种微管收缩分选DNA分子的装置, 采用电场力驱动DNA分子运动, 通过改变电压的大小与频率调控DNA分子在通道出口处的偏转方向, 成功实现了不同大小DNA分子的筛选; 但是, 实验发现一部分分离后的DNA分子吸附在通道的管壁上, 非常不利于芯片的持久运行.

      本文利用单分子荧光成像可视化技术, 实时观察研究了λ-DNA分子在外加电场力作用下进/出微米通道端口的电动力学特性, 并基于微流体电动力学理论, 对DNA分子在进入通道端口时的不同运动状态的物理机制进行了初步分析.

    • 实验装置如图1所示, 主要包括: 倒置荧光显微镜(IX-70, 奥林巴斯, 日本); EMCCD相机(iXon+885, Andor, 美国); 石英玻璃圆形微米通道(邯郸市鑫诺光纤色谱有限公司), 长度为5 mm, 直径为50 μm; 铂丝电极(上海捷昱电子科技有限公司); 外接高压电源(PS 8000 2U, EPS, 德国). 实验中, 电压调节范围为: 0—100 V. 图像数据采集、分析处理均用Image软件(http://rsbweb.nih.gov/ij/). 整个实验在暗室中完成, 实验室温度控制为25 ℃.

      图  1  实验装置示意图

      Figure 1.  Schematic diagram of experimental set-up.

      图1所示为实验的装置示意图. 实验具体步骤: 1) 导入缓冲液, 在cis端口处滴入10 μl的缓冲液, 2 s左右缓冲液将充满整个微米通道; 2) 导入DNA分子, 将10 μl浓度为0.455 mg/L的DNA/YOYO-1样品溶液滴在trans端口, 样品通过毛细力作用进入微通道内; 3) 待溶液处于稳定状态, 调整电压, 确定电场强度大小与方向.

      实验中, EMCCD实时记录DNA样品进入端口以及在微通道内运动情况, 其曝光时间设定为100 ms, 拍摄间隔为100 ms, 每次连续拍摄持续为5 min; EMCCD一次可以连续拍摄1000张照片.

    • 实验使用的是λ-DNA分子(富酶泰斯生物技术公司, 深圳,中国), 用染料YOYO-1分子进行标记. 为了保证最好的荧光效率, YOYO-1染料分子插入λ-DNA分子的配置比例为DNA碱基对: YOYO-1分子 = 10 : 1.

      样品溶液的制备过程如下所述: 1) 用移液枪移取100 μl的Bis-tris (pH=8) 和1000 μl的Tris-Hcl (pH = 8), 分别滴入标记为A和B的牛角管中; 2) 取0.411 μl的DNA原液和0.1 μl的YOYO-1原液分别加入A和B中, 摇匀A和B中的两种溶液使其充分混合, 置于暗室孵育30 min; 3) 从B中取200 μl的YOYO-1稀释液加入A中充分混合, 在暗室中孵育30 min. 最终得到DNA/YOYO-1的混合溶液, DNA浓度为0.455 mg/L, 储藏在暗室中备用.

      微通道芯片核心部分的制备, 简述如下: 1) 将经过PLL(20)-g(3.6)-PEG溶液改性后的实验用微米通道烘干; 2) 将聚甲基丙烯酸甲酯(PMMA)颗粒与氯仿溶液按照1∶1进行充分混合, 制备2个样品池, 10 mm × 10 mm × 3 mm, 它们中间通过微米通道进行连接; 铂丝电极正对微通道端口处; 3) 将聚酰胺树脂与环氧树脂按1∶1混合后均匀涂抹在样品池的外围, 以加固结构; 将芯片系统放入烤箱, 温度60 ℃下烘烤两小时. 实验研究中, 为了避免DNA分子被通道内壁表面吸附, 采用改性液PLL(20)-PEG(2)-PEG(3.4)对微米通道内壁进行改性处理. 本文所涉及的缓冲液pH值都大于3, 当溶液与二氧化硅通道壁面接触时, 其表面的硅烷醇(Si—OH)基团因去质子化而产生负电荷, 带正电的PLL(多聚赖氨酸)通过静电作用与去质子化的硅烷醇基团相结合, 吸附在通道壁面; 不带电的亲水性聚合物PEG(乙二醇), 有效阻止生物分子非特异性吸附到管道内壁上[18], 从而可以有效减小管壁对DNA吸附. 实验所用改性混合液PLL与PEG的质量比 PLL∶PEG = 1∶3.6.

    • 电场力驱动DNA分子进入并穿越微米通道, 影响DNA分子在端口附近电动力学特性的主要因素有: 电场强度的大小、DNA分子大小、DNA分子在微通道端口的位置、微米通道的性质、缓冲液的性质(浓度/PH)以及实验温度等条件. 本文主要研究电场强度对λ-DNA分子在50 µm通道端口处的电动力学特性的影响.

    • 微米通道两端施加电压, 实验发现: 当电场强度E < 1.875 × 103 V·m–1时, 距离trans端口大约为100 μm范围内的样品池内未捕捉到DNA分子, 表明DNA分子很难靠近trans端口; 当电场强度E = 1.875 × 103 V·m–1时, 样品池内的DNA分子开始缓慢靠近trans端口, 但未进入trans端口; 当电场强度增大到E = 2.5 × 103 V·m–1时, DNA分子开始进入trans端口; 随后, 逐渐增大电场强度, DNA分子能够进入trans端口并顺利穿越通道, 并从cis端口顺利离开; 当E > 7.5 × 103 V·m–1时, 从trans端口进入通道的DNA分子迁移至cis端口附近时, 部分DNA分子发生反转运动, 即, DNA分子的运动方向发生逆转, 由cis端向trans端运动, 不能够从cis端口穿出. 可见, DNA分子能够从trans端口进入并且顺利穿越微通道, 电场强度大小有合适范围, 存在阈值: Emin = 2.5 × 103 V·m–1, Emax = 7.5 × 103 V·m–1.

      图2所示, 当电场强度E = 3.75 × 103 V·m–1时, DNA分子从trans端口进入微米通道并在管内的迁移.

      图  2  DNA分子从trans端口进入微米通道并在内部迁移(E = 3.75 × 103 V·m–1) (a) 不同时间下的CCD照片; (b) DNA分子位置随时间的变化曲线

      Figure 2.  DNA molecules enter the microchannel from the trans port and migrate inside (E = 3.75 × 103 V·m–1): (a) CCD photographs; (b) DNA molecular position.

      图2(a)可见, 当外加电场在阈值电场强度内, DNA分子能够顺利进入trans端口, 其中有2个DNA分子进入观察视野范围内, 分别用虚线椭圆和虚线菱形标识; A1~D1A2~B2分别对应DNA1和DNA2分子在不同时刻出现在微米通道内的位置, 可以发现: 1) DNA分子在通道内运动时, DNA1和DNA2分子到微米通道中心轴向的距离L1 < L2, 其大小基本不变; 2) DNA1分子在trans端口附近运动时(从A1位置到B1位置), 进入trans端口之前是纠缠蜷缩的(A1位置), 进入通道内, 渐渐被拉伸, 长度增大, 但在微米通道内拉伸长度变化不大; 3) 图2(b)是DNA分子在通道内迁移时位置的改变, DNA1分子在0—0.5 s内移动距离为65.5 µm, 0.5—1.0 s内移动距离为94.0 µm, 1.0—1.5 s内移动距离为153.0 µm, 其平均速度逐渐增大; 而DNA2分子在被捕捉时已经进入到微通道内, 0—0.5 s内移动距离为70.0 µm, 与DNA1分子刚进入端口时运动的距离几乎相同.

      实验中, 还观察到DNA分子进入trans端口后, 其速度会逐渐增大, 而DNA分子穿出cis端口时的速度逐渐减小等现象. 图3所示为DNA分子进入trans端口和穿出cis端口时的速度随时间的变化曲线.

      图  3  DNA分子进出端口的速度随时间的变化(E = 3.75 × 104 V·m–1) (a) 进入trans端口; (b) 穿出cis端口; (c) 速度随外加电场强度的变化关系

      Figure 3.  The velocity of DNA molecules entering and leaving the port (E = 3.75 × 103 V·m–1): (a) Entering the trans port; (b) leaving the cis port; and (c) velocity versus electric intensity.

      图3(a)为DNA分子进入trans端口的速度随时间的变化. 其中DNA1, DNA2和DNA3分子分别表示距离中心轴线不等的三个DNA分子, 距中心轴线的距离为L1 < L2 < L3, 速度关系为v1 > v2 > v3. 可见, DNA分子从样品池进入trans端口之前的速度较小, 一旦进入trans端口开始加速, 进入微米通道中部后速度比较平稳; 轴线附近的DNA分子速度大于管壁附近的DNA分子速度. 图3(b)为DNA分子流出cis端口时的速度随时间的变化特性, 实验数据是从DNA分子距离cis端口大约为100 µm的位置处开始记录的, DNA分子距离中心轴线的距离为L4 < L5 < L6 < L7, 测量轴向的速度v4 > v5 > v6 > v7.

      对比图3(a)图3(b), DNA分子进入trans端口与DNA分子流出cis端口的速度变化几乎是两个反对称的过程. 在通道端口附近的同一横截面处, 中心轴线附近的DNA分子速度变化快, 而管壁附近的DNA分子速度变化慢. DNA分子进入trans端口时, 速度逐渐增大, 最后保持不变; 穿出cis端口时, 速度逐渐减小, 最终进入样品池中的速度大小基本相同, 其主要原因是DNA分子在样品池中的运动主要受布朗运动的影响.

      图3(c)为DNA分子在进入端口和离开端口处的速度随着外加电场变化的曲线图, 规定DNA分子逆着电场方向的运动为正方向. 图3(c)所示是在不同的电场强度下, 分别对通道进/出端口随机捕捉的30—50个DNA分子的平均速度, DNA分子距离中心轴线的范围为0—14 µm. 其中, 黑色曲线为DNA分子刚好进入端口的平均速度随着外加电场强度的变化关系, 红色曲线为DNA分子刚好离开端口处的平均速度随着外加电场强度的变化关系. 由图3(c)可知, 当电场强度2.5 × 103 V·m–1 < E ≤ 7 × 103 V·m–1时, DNA在入端口速度小于出端口速度; 当外加电场强为7 × 103 V·m–1 < E ≤ 1 × 104 V·m–1时, DNA在入端口的速度大于出端口速度.

    • 继续增大电场强度, 当电场强度E > 7.5 × 103 V·m–1时, 发现DNA分子从trans端口进入微米通道内, 运动至cis端口附近时将出现部分DNA分子反转运动, 即, 运动方向发生改变, 如图4所示.

      图  4  DNA分子在微通道内的反转运动 (a) E = 8.125 × 103 V·m–1; (b) E = 9.375 × 103 V·m–1; (c) 不同电场强度下, 在cis端口不同区域内的DNA分子反转数占总数的百分比

      Figure 4.  Reversed motion of DNA molecules within micro channel under different electric intensity: (a) E = 8.125 × 103 V·m–1; (b) E = 9.375 × 103 V·m–1; (c) percentage of DNA molecules with reversal motion direction in different regions of the cis port under different electric intensity.

      图4所示为DNA分子在不同电场力作用下穿越微米通道时, 其运动方向发生反向的情况. 如图4(a)所示, 当外加电场强度E = 8.125 × 103 V·m–1时, DNA分子首先在通道内沿transcis方向运动(0—0.4 s内), 速度逐渐减小; 当DNA分子运动至cis端口处时, 将在径向上迁移, 而在轴向上近似静止(0.4—0.6 s内); 最后, DNA分子运动方向发生反转, 沿cistrans方向运动(0.6—1.0 s内), 速度逐渐增大. 如图4(b)所示, 当电场强度继续增大至E = 9.375 × 103 V·m–1, DNA分子未到达cis端口的边界处就开始反转, 即, 在0—0.5 s内, DNA分子沿transcis方向运动, 逆着电场方向运动; 0.5—1.2 s内, DNA分子沿cistrans方向运动, 顺着电场方向运动.

      为了详细研究在不同的电场强度下DNA分子的反转运动沿管径方向的变化, 对微通道进行了划分, r为距离中心轴线的距离, C区域为0 ≤ r1 < 14 μm, S1区域为14 μm ≤ r3 < 20 μm, S2区域为20 μm ≤ r2 ≤ 25 μm. 同一电场强度下, 当DNA分子运动稳定后统计10 min. 在不同外加电场强度下重复实验, 发现每次实验捕捉到的各个分区域内DNA分子数目占DNA分子总数的百分比分布基本相同, 例如, 当电场强度为7.5 × 103 V·m–1时, DNA分子分布在C, S1和S2各区域内的平均百分比分别约为68%, 23%和9%. 图4(c)所示是随机的3次实验, 外加不同电场强度时, 发生在不同区域的反转DNA分子数占所捕捉的DNA分子总数的百分比. 由图4(c)可知, 在不同的外电场强度下, DNA分子流出端口不同区域的反转数占流出总数的百分比不同. 随着电场强度的增大, DNA分子反转的几率增大, 在相同的电场强度下, C区域内DNA分子的反转概率最小, 其次是S1区域, S2区域内DNA分子的反转概率最大.

      随着电场强度的继续增大, DNA分子运动方向发生反转的位置距离cis端口越来越远, 离trans端口越来越近; 当E = 1 × 104 V·m–1时, 通道trans端口附近的内壁上会吸附DNA分子; 当E > 1 × 104 V·m–1时, 部分DNA分子刚进入trans端口内就发生反转运动, 返回到trans端的样品池中, 或者被吸附到管壁上.

      DNA分子的反转运动方式可以分为基本的两种类型: 1) DNA分子首先逆着电场的方向运动至cis端口; 然后, DNA分子在反转点的位置径向迁移, 轴向上静止; 最后, DNA分子开始反转, 朝向trans端口运动; 2) DNA分子首先逆着电场的方向运动, 在未到达cis端口时收缩成一个紧凑的小球, 似乎停止在通道中; 最后, DNA分子直接反转运动. 其中, 距离中心轴线较远的DNA分子容易发生第一种类型的反转运动; 而中心轴线附近、或者管壁附近的DNA分子, 或者当电场强度大于9.375 × 103 V/m时, DNA分子容易发生第二种类型的反转运动.

    • 当电场强度增大至E > 9.375 × 103 V·m–1时, 在trans端口附近, 发现DNA分子具有周期性往复运动的现象.

      图5(a)所示, 当电场强度E > 9.375 × 103 V·m–1时, 在trans端口附近, 单个DNA分子在一个周期内的往复运动, 周期约为3.0 s, 其中, 红色箭头表示DNA分子的运动方向.

      图  5  DNA分子在trans端口附近沿轴向的运动 (a) 往复运动; (b) 旋转运动

      Figure 5.  The motion of DNA molecules near the trans port: (a) Reciprocating along the axis; (b) rotating.

      图5(b)所示, 当电场强度E = 1×104 V/m时, 捕捉到多个DNA分子的往复运动, 分别用圆形虚线、菱形虚线标记. 其中, 黄色箭头表示单个DNA分子(圆形虚线标记)在轴向上往复运动的方向, A1A5表示DNA分子在不同时刻的位置, 它在轴向上的运动距离较大, 自身无旋转; 红色箭头表示团聚在一起的多个DNA分子(菱形虚线标记)绕着自身旋转的方向, 其方向指向管壁(顺时针旋转), B1B5表示DNA分子在不同时刻的位置, 团聚的DNA分子在轴向上往复运动的距离较小, 蓝色虚线表示DNA做往复运动时的平衡位置.

      图6图5(b)中团聚的DNA分子在10 s内往复运动的轨迹. 其中, 蓝色曲线为DNA分子运动的轨迹, 红色虚线为DNA分子在运动过程中平衡位置的拟合曲线, 图中两点之间的时间间隔为0.1 s.

      图  6  DNA分子在trans端口附近的往复运动(E = 9.375 × 103 V·m–1)

      Figure 6.  The track of DNA molecules reciprocating near the trans port (E = 9.375 × 103 V·m–1).

      图7所示为通道trans端口附近的内壁上吸附DNA分子的情形, 图7(a)图7(b)的电场强度分别为7.5 × 103和1 × 104 V·m–1, 由图7可知, 随着电场强度的增大, 吸附在内管壁的DNA分子数量增多.

      图  7  不同电场强度下的trans端口附近通道内壁团聚有DNA分子 (a) E = 7.5 × 103 V·m–1; (b) E = 1 × 104 V·m–1

      Figure 7.  Aggregates of DNA molecules on the wall of microchannel near the trans port; (a) E = 7.5 × 103 V·m–1; (b) E = 1 × 104 V·m–1.

    • 图8所示是流体在通道内的速度分布以及DNA分子的受力和运动示意图. 由于微米通道端口处存在反压差, 通道内流体速度是电渗流和反压差流的叠加, 流体的流速不再是理想的塞状分布[19].

      图  8  缓冲液在微米通道内的流速分布以及DNA受力和速度示意图 (a)受力; (b)速度

      Figure 8.  Schematic diagram of buffer velocity distribution in microfluidic channel and the infromation of DNA: (a) Force; (b) velocity.

      图8中, 灰色带箭头的线段表示流体的速度分布, 流体在通道trans/cis端口的速度是顺着电场方向的电渗流流速与逆着电场方向的泊肃叶(Poiseuille)抛物线流速的叠加. 流体在径向上存在速度梯度; 另外, 由于端口处存在明显的反压差作用以及可能存在的污染、管口不平整等因素, 缓冲液沿轴向也存在速度梯度.

      图8(a)所示, DNA分子在trans/cis端口处沿轴向的受力为

      $\begin{split} {F_x} =\; & {f_{\text{电泳力}}} + {f_{\text{压强梯度力}}} + {f_{\text{反压差力}}} \\ &+ {f_{\text{电渗流阻力}}} + {f_{\text{轴向流体阻力}}},\end{split}$

      沿径向的受力为

      $ {F_y} = {f_{\rm{s}}} + {f_{\text{径向流体阻力}}} + {f_{\text{管壁静电力}}}. $

      DNA分子在微通道内部只受到沿轴向的作用力, 其大小为

      $ F_x = f_{\text{电泳力}} + f_{\text{电渗流阻力}} + f_{\text{轴向流体阻力}} . $

      图8中, ${f_1} = {f_{\text{电泳力}}} = qE$; $f_2 $, $f_3 $分别为轴向流体阻力和径向流体阻力, 其大小为 ${f_{\text{流体阻力}}} = 6{\text{π}} a\mu \left( {{{{v}}_{\rm{f}}} - {{{v}}_{\rm{p}}}} \right)$, 其方向与速度矢量差的方向相同; ${f_{\text{压强梯度力}}} = - \dfrac{{4{\text{π}} {a^3}}}{3} \times \dfrac{{\partial p}}{{\partial x}}$, 反压差力也是由压强梯度引起的; 萨夫曼力的大小为$f_{\rm{s}} = K\mu ({{v}}_{\rm{f}} - {{v}}_{\rm{p}} )a^2 {\left| {G/\upsilon } \right|}^{1/2} $. 式中, q为DNA分子的带电量, E为电场强度, a为DNA分子的半径, vf, vp分别为流体的速度和DNA分子的速度, μ表示流体黏度, υ为流体运动黏度, G为局部流体速度梯度, $\partial p/\partial x$为轴向的压强梯度.

      当DNA分子与壁面之间的距离很近时存在静电作用, 其大小为[20]

      $\begin{split} &f_{\text{管壁静电力}} = \\ &\left\{ {\begin{aligned} &64{\text{π}}\varepsilon ak{{\left(\!{\frac{{{k_{\rm{B}}}T}}{{\rm{e}}}} \!\right)}^2}\tanh \left(\!{\frac{{{\rm{e}}{\zeta _{{\rm{wall}}}}}}{{4{k_{\rm{B}}}T}}}\!\right)\tanh \left(\!{\frac{{{\rm{e}}{\zeta _{{\rm{DNA}}}}}}{{4{k_{\rm{B}}}T}}}\!\right){{\rm{e}}^{ - k}}{y_1} \cdot q\\ & \qquad\qquad\qquad\qquad\qquad\qquad\qquad\;\;\left( {{y_1} > {k^{ - 1}}} \right),\;\;(4)\\ &{ - 4{\text{π}}\varepsilon a\frac{{{k_{\rm{B}}}T}}{{\rm{e}}}\frac{{{\zeta _{{\rm{wall}}}} - {\zeta _{{\rm{DNA}}}}}}{{k{y_1}^2}} \cdot q\;\;\;\;\;\;\;\;\;\;\;\;\left( {{y_1} \ll {k^{ - 1}}} \right).\;\;(5)} \end{aligned}} \right. \end{split}$

      其中$ k^{-1} $为德拜长度; kB玻尔兹曼常量; y1为DNA分子到管壁的距离; ζwallζDNA分别为壁面Zate电势和DNA的表面电势, 与DNA的带电量和缓冲液的PH有关.

      由(1)式和(2)式可知, DNA分子所受合力的大小与外加电场强度、缓冲液速度、DNA分子大小、DNA电泳速度、管径大小等因素有关.

      图8(b)是流体和DNA分子在通道中的运动示意图. 实验中使用的缓冲液pH > 3, 与管壁接触时管壁带负电; 当微米通道两端施加电场时, 微通道内的缓冲液将形成电渗流, 其移动方向为cistrans; 由于DNA分子显负电性, DNA分子电泳的方向与电渗流方向相反, 为transcis. 理想状态下, DNA分子等带电粒子在微米通道中运动的速度是电泳[21,22]和电渗流[23,24]的叠加. 规定DNA分子电泳速度方向为正, 则DNA分子在微通道中运动的有效速度veff

      $ {{{v}}_{{\rm{eff}}}} = {{{v}}_{\rm{p}}} - {{{v}}_{\rm{f}}} = \varepsilon ({\zeta _{{\rm{DNA}}}} - {\zeta _{{\rm{wall}}}})E/4{\text{π}}\mu . $

      当微米通道长度为无限长的理想情况时, 流体在微通道中的速度可以用电渗流速度来表示, 即, ${{{v}}_{\rm{f}}} = \varepsilon \zeta_{{\rm{wall}}} E/4{\text{π}}\mu $. 然而, 实际的微米通道为有限长, 通道端口流体的速度是电渗流和反压差流动速度的叠加, 即[20,25]:

      ${{v}}_{\rm{f}} = \frac{{\varepsilon E}}{{4{\text{π}}\mu }}[\zeta _{{\rm{wall}}} - \psi (y_2 )] - \frac{1}{{2\mu }}\frac{{\partial p}}{{\partial x}}(h^2 - {y_2 }^2 ).$

      其中 ε是溶液的介电常数; $\psi (y_2 )$为距离中心线为y2处的电势; h为通道的半径.

      实验中, 样品池的边长(L = 10000 µm)相对于微通道的内径(D = 50 µm)以及DNA分子的回转半径(Rg = 0.7 µm), 几乎是一个三维无限大的储液池. DNA分子在样品池内将处于纠缠状态, 当其从trans端口进入通道, 是逆着流体流动的方向迁移, DNA分子进入以及穿越微米通道的过程中始终受到一个逆向流体的作用力[26].

      研究发现[15], 电场力驱动DNA分子从trans端进入并顺利穿越内径为30 μm的通道时, 最小阈值电场强度为Emin = 7 × 103 V·m–1. 本研究发现, DNA分子从trans端口进入并顺利穿越内径为50 μm通道时的最小阈值电场强度Emin = 2.5 × 103 V·m–1. 即, 通道内径越小, 电场强度阈值越大. 这种现象符合电渗流压力同湿周长度C与通道截面积A的比值成正比的规律[27].

      由(6)式与(7)式可得, DNA分子在微米通道内同一横截面上的有效速度:

      $v_{{\rm{eff}}} = - \frac{1}{{2\mu }}\frac{{\partial p}}{{\partial x}}{{(y}_2 }^2 - h^2 ) + \frac{{\varepsilon E}}{{4{\text{π}}\mu }}(\zeta _{{\rm{DNA}}} - \zeta _{{\rm{wall}}} ).$

      (8)式等号左侧的第二项为定值, 因此, DNA分子的有效速度与径向距离y2的关系是开口向下的抛物线, DNA分子沿轴向的有效速度在中心轴线处将最大.

      图9所示是DNA分子在流出端口同一截面不同位置处沿轴向速度的实测数值与理论计算值. 其中, 横坐标为DNA分子距离中心轴线的距离, dp/dx = 0.04 Pa/m, µ = 1.011 × 10–3 Pa·s, y2 = 4.5, 13.5, 22.5 µm, $\dfrac{{\varepsilon E}}{{4{\text{π}}\mu }}(\zeta _{{\rm{DNA}}} - \zeta _{{\rm{wall}}} ) = 0.034\;{\text{μm/s}}$. 蓝色曲线为理论DNA分子速度, 红色曲线为实测速度. 从图9可以明显看出, 随着DNA分子距离中心轴线越远, 其轴向有效速度越小; 理论与实验相吻合.

      图  9  DNA分子在端口同一截面不同位置的实测速度与理论速度

      Figure 9.  Measured and theoretical velocities of DNA molecules at different positions on the same cross section of near the microchannel port.

      外加电场不同, DNA分子在通道内出现不同的运动状态, DNA的反转运动主要出现在cis端口, 往复运动和旋转运动出现在trans端口.

      图10所示为DNA分子从trans端口进入微米通道, 并随着电场强度的改变, 在端口附近其反转运动发生位置点变化示意图. 图10(a)图10(b)为DNA分子在不同电场强度下的反转运动过程. 其中, 图10(a)的电场强度范围为7.5 × 103 V·m–1E ≤ 1 × 104 V·m–1, 图10(b)的电场强度范围为E > 1 × 104 V·m–1.

      图  10  DNA分子在微米通道内端口附近处的反转运动示意图 (a) DNA分子在cis端口处反转, 反转后的DNA分子容易吸附在微米通道内管壁上, 7.5 × 103 V·m–1E ≤ 1 × 104 V·m–1; (b) DNA分子在trans端口附近的反转运动, E > 1 × 104 V·m–1

      Figure 10.  Schematic diagram of DNA molecules moving near the port of microchannel: (a) reversing near the cis port, and the reversed DNA molecule is easy to be adsorbed onto the inner wall, 7.5 × 103 V·m–1E ≤ 1 × 104 V·m–1; (b) reversing near the trans port, E > 1 × 104 V·m–1.

      图10(a)可知, DNA分子是逆着流速靠近cis端口. DNA靠近cis端口, 其电泳力和电渗流阻力几乎不变, 流体的阻力虽然逐渐减小, 但压强梯度力却逐渐增大, 导致DNA分子的运动速度逐渐减小. 图10(a)中用虚线圆标记了一个在cis端口将要反转的DNA分子所处的位置, 此时, 压强梯度力与DNA分子表面的电渗流阻力之和大于DNA分子所受电泳力, 使得DNA开始反转运动.

      电场强度的大小能够影响DNA分子反转点的位置. 当外电场达到反转电场强度时, 电场强度越大, DNA分子速度减小越快, 反转运动之前沿transcis方向运动的距离越小, 距离cis端口处越远. 如图10(b)所示, 外加电场强度E > 1 × 104 V·m–1, 菱形标记的一个DNA分子靠近trans端口, 此时, DNA分子受力满足条件:${f_{\text{电泳力}}} + {f_{\text{压强梯度力}}} + {f_{\text{反压差力}}} > {f_{\text{轴向流体阻力}}}+{f_{\text{电渗流阻力}}}$, 因此它能够进入trans端口. 当DNA分子进入通道内部, 运动到圆虚线标记的位置时, 反压差力和压强梯度力很小, 甚至消失, 电泳力不足以主导DNA分子继续迁移, 此时DNA分子在电渗流阻力的主导下反转运动, 沿cistrans的方向运动. 需要说明的一点是, 外加电场的增大会产生焦耳热, 进而引起缓冲液的黏度减小; 而且, 在散热的过程中, 微米通道沿径向有温度梯度, 将影响微通道内部流体的速度分布, 对DNA分子的运动也会产生影响.

      另外, 电场强度越大对DNA分子构象的影响较明显, 使其表面电荷分布发生改变. 如图5(a)所示, DNA分子在构象上高度压缩, 其表面电荷密度将发生改变; 图5(b)所示, 电场强度超过1 × 104 V/m, DNA分子收缩成一个相当紧凑的小球, 导致DNA分子表面电荷密度分布发生改变, 各向同性增强[28], 表面电势(ζDNA)发生变化将导致DNA分子电泳力发生改变[29]. 图5(a)中, DNA分子逆着流体的方向进入通道, 在1.0 s时刻, DNA分子未到达cis端口, 但是其有效速度已减小为零. 由于在该电场强度下, DNA分子的电渗流淌度大于电泳淌度, 使得DNA分子不能保持静止状态, 因此下一刻DNA分子的运动方向开始反转, 转向cistrans运动. 当到达trans端口附近时, 有效速度再次减小为零(2.0 s时刻), 此时DNA分子的受力为${f_{\text{电泳力}}} + {f_{\text{压强梯度力}}} + {f_{\text{反压差力}}} > {f_{\text{电渗流阻力}}}$, 导致DNA分子不能流出trans端口, 在此位置再一次进行反转, 转向transcis运动, 形成一次往复运动.

      电场强度继续增大, 并不能促使DNA分子在电泳的主导下向着cis端管口迁移, 反而加快DNA分子往复运动的频率. DNA分子在往复运动的过程中, 偏向管壁运动时速度减小. 由图6可以看出, DNA分子在往复运动的过程中逐渐地靠近管壁, 同时DNA分子往复运动的轴向距离逐渐减小. 当电场强度E > 7.5 × 103 V·m–1时, DNA分子明显偏向管壁运动, 主要原因是在trans端口附近, 反压差的作用使得DNA分子周围的流体存在速度梯度, 受到萨夫曼力的作用[30], 方向指向管壁. 关于DNA分子的旋转运动, 则主要是由于DNA分子周围的缓冲液在径向和轴向上都存在速度梯度. 当团聚的DNA分子质量较大时, 就有可能出现径向位置变化较小的旋转运动. 如图5(b)所示, 中心轴线右侧团聚的DNA分子周围的流体存在速度梯度, 距离中心轴线越近流体速度越小, 此时DNA分子向着管壁处旋转; 当DNA分子的旋转角速度矢量与运动的速度矢量不重合时, 在与旋转角速度矢量和平动速度矢量组成的平面相垂直的方向上将产生一个径向力, 即, 马格努斯力[31]. 萨夫曼力和马格努斯力之间存在互动性; DNA分子将在以上多种力的共同作用下做复杂的旋转运动.

    • 本论文利用单分子荧光显微成像方法比较系统地研究了λ-DNA分子在外电场力作用下进入、穿越内径为50 μm的圆形通道的电动力学特性. 研究结果表明: DNA分子能够进入微米通道trans端口并顺利穿越微通道存在最小阈值电场强度Emin = 2.5 × 103 V·m–1和最大阈值电场强度Emax = 7.5 × 103 V·m–1. 只有当外电场强度满足2.5 × 103 V·m–1E ≤ 7.5 × 103 V·m–1时, 才能够引导DNA分子从trans端口进入通道, 并顺利从cis端口穿越. 当外电场小于Emin时, DNA分子只能靠近trans 端口, 但不能通过trans端口进入通道; 外加电场强度7.5 × 103 V·m–1 < E ≤ 1 × 104 V·m–1时, DNA分子通过trans端口进入通道, 迁移至cis端口附近时会出现反转运动; 随着外加电场强度的增大, DNA分子反转位点逐渐远离cis端口, 距离trans端口越小, 另外, DNA分子可能呈现往复运动和旋转运动等新现象. 同时发现DNA分子在微通道端口附近的偏转角度随着电场强度的增大而增大; 当外加电场强度E > 1 × 104 V·m–1时, DNA分子在样品池内很难靠近trans端口. 在外电场力作用下, DNA分子从容积较大的样品池内进入微米通道, 在通道内沿轴向主要受电泳力、压强梯度力、反压差力、流体阻力以及电渗流阻力等的作用; 电场强度的改变, 将引起缓冲液的流速以及DNA分子受力情况的改变, 进一步影响其动力学特性. 本研究结果对研制基于微纳通道系统的DNA分子传感器和芯片实验室等具有一定的指导意义.

参考文献 (31)

目录

    /

    返回文章
    返回